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Apr 28, 2023

Liquide

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Nature Communications volume 13, Numéro d'article : 5035 (2022) Citer cet article

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L'hémorragie non compressible est un défi clinique non relevé qui représente une mortalité élevée dans les traumatismes. Les flux sanguins sous pression rapides sous hémorragie altèrent la fonction et l'intégrité des agents hémostatiques et l'adhérence des scellants bioadhésifs. Ici, nous rapportons la conception et les performances de bioadhésifs microstructurés bioinspirés, formés avec un xérogel dur macroporeux infusé de liquides fonctionnels. Le xérogel peut rapidement absorber les fluides interfaciaux tels que le sang total et favoriser la coagulation du sang, tandis que les liquides infusés facilitent la liaison interfaciale, l'étanchéité et la fonction antibactérienne. Leur synergie permet aux bioadhésifs de former une adhérence solide sur les tissus humains et porcins ex vivo et sur diverses surfaces techniques sans nécessiter de compression, ainsi qu'un retrait instantané à la demande et une stabilité au stockage. Nous démontrons une efficacité hémostatique et une biocompatibilité significativement améliorées chez les rats et les porcs par rapport aux homologues non structurés et aux produits commerciaux. Ces travaux ouvrent de nouvelles voies pour le développement de bioadhésifs et de scellants hémostatiques.

Les hémorragies non contrôlées représentent plus de 30 % des décès par traumatisme1,2. Malgré d'énormes efforts de recherche, des défis critiques subsistent pour le traitement des hémorragies non compressibles et profondes, qui présentent des flux sanguins sous pression rapides à partir des sites de plaies3,4. Les stratégies courantes reposant sur des agents hémostatiques seuls, tels que la thrombine et le kaolin, pour favoriser la coagulation sanguine sont limitées par un taux de coagulation lent et des coagulopathies5. Les stratégies alternatives sont les scellants bioadhésifs qui bloquent physiquement le site de saignement6,7,8,9,10. L'élimination des fluides interfaciaux est essentielle pour la formation d'adhérences et les performances d'étanchéité des bioadhésifs11. Cependant, les bioadhésifs existants sont lents et inefficaces pour éliminer le sang sous pression rapide à l'interface en raison de leurs structures non et nanoporeuses12,13. Les situations dans les points de service et les salles d'urgence imposent d'autres exigences telles que la facilité d'utilisation et la stabilité du stockage qui sont souvent négligées1. Relever ces défis nécessite de nouvelles conceptions et de nouveaux matériaux pour les hémorragies non compressibles.

Dans la nature, certains organismes marins adhèrent aux surfaces bio-encrassées avec des adhésifs qui présentent une architecture microstructurale et un liquide infusé. Les exemples incluent les plaques de moules à structure microporeuse14 et les vers plats avec des canaux glandulaires pour le stockage et la distribution de liquides adhésifs (Fig. 1a)15. Ces bioadhésifs microstructurés contrastent avec les bioadhésifs utilisés en clinique tels que le cyanoacrylate, les colles de fibrine et les bioadhésifs à base d'hydrogel, qui manquent de structures poreuses et de liquide infiltré12,16. Les adhésifs à base de catéchol, inspirés des moules, forment une adhésion humide modeste mais n'imitent pas non plus les structures poreuses14. Ces conceptions non structurées/homogènes pourraient éviter les fuites et favoriser l'étanchéité, mais à leur tour, limiter la capacité d'absorption et de manipulation du fluide d'interface. Une telle limitation est préjudiciable dans des conditions d'hémorragie, car le sang sous pression rapide peut laver les agents hémostatiques et perturber les caillots sanguins mal formés qui sont intrinsèquement cassants17,18,19. Bien que les fluides interfaciaux inhibent l'adhérence des matériaux, les bioadhésifs non structurés ne peuvent pas éliminer rapidement ces fluides en raison du processus de diffusion lent et des composants sanguins importants, même si une matrice sèche et/ou un liquide répulsif hydrophobe est utilisé8,20. Absorber et résister aux flux sanguins sous pression est donc essentiel pour les technologies hémostatiques dans le traitement des hémorragies non compressibles.

a Illustration schématique d'organismes marins contenant des micropores interconnectés pour l'adhérence et le transport de réactifs liquides. b Schéma de LIMB adhérant sur des substrats exposés au sang. c Schémas montrant que LIMB peut absorber le fluide interfacial, sécréter des liquides fonctionnels et coaguler le sang, assurant ainsi une fonction d'adhérence, hémostatique et d'étanchéité. d Image confocale de LIMB marqué à la rhodamine (rouge) contenant des micropores, partiellement remplis d'un liquide fonctionnel de chitosan marqué au FITC (vert). e Tailles des pores de surface et internes dans LIMB contenant 2 M ou 5 M PAAm. f – h Courbes d'étirement de contrainte (f), énergie de rupture (g) et longueurs fractocohésives (h) de LIMB avec une teneur variable en PAAm. Les valeurs en e, g, h représentent la moyenne ± sd (n = 40 pour 2M-LIMB Surface ; 20 pour 2M-LIMB Internal ; et 30 pour 5M-LIMB Surface et Internal en e ; n = 4 en g, h ; L'expérience a été répétée trois fois indépendamment avec des résultats similaires pour d).

Inspirés par les adhésifs microstructurés dans la nature, nous proposons ici des scellants à base de bioadhésifs microstructurés infusés de liquide (LIMB) pour stopper les hémorragies non compressibles. Ces bioadhésifs peuvent rapidement absorber et coaguler le sang total tout en formant une forte bioadhésion, sans nécessiter de compression, pour résister à la pression artérielle et sceller les sites de saignement (Fig. 1b-d). Ils sont formés en infusant un xérogel hémostatique macroporeux avec des liquides fonctionnels, différents des bioadhésifs non structurés (NB) existants. Le xérogel hémostatique est résistant, biodégradable et actif pour favoriser la coagulation sanguine ; ses macropores potentialisent une convection rapide et une élimination efficace des fluides interfaciaux, tels que le sang total. Les liquides fonctionnels infusés permettent une adhésivité universelle, une fonction antibactérienne, une stabilité au stockage et une mise en œuvre facile. Nous démontrons une efficacité hémostatique et une biocompatibilité significativement améliorées de LIMB chez les rats et les porcs par rapport à leurs homologues utilisés en clinique. LIMB peut également être retiré instantanément à la demande sans provoquer de nouveau saignement.

Les critères de conception de LIMB incluent : (i) La matrice doit contenir des macropores (~100 µm) qui dépassent les dimensions des composants sanguins comme les globules rouges (6–8 µm) ; (ii) La matrice doit être dure pour tolérer les pores et sèche pour s'imbiber spontanément du fluide interfacial; (iii) Le liquide infusé doit faciliter une forte liaison interfaciale pour la bioadhésion et rester stable dans la matrice pour un usage et un stockage répétitifs. En suivant ces critères de conception, nous synthétisons et testons un xérogel dur macroporeux comme matrice LIMB. Le xérogel modèle est formé avec du polyacrylamide réticulé par covalence (PAAm) et du chitosan physiquement réticulé21, en utilisant la lyophilisation ; notez que le PAAm est réticulé avec du méthacrylate de gélatine (GelMA) qui est dégradable par voie enzymatique22,23,24. Le PAAm fournit un réseau extensible tandis que le chitosane physiquement réticulé peut dissiper l'énergie sous déformation. Le xérogel après lyophilisation est sec et partiellement infusé avec un liquide fonctionnel adhésif, comprenant du chitosane, du N-(3-diméthylaminopropyl)-N'-éthylcarbodiimide (EDC) et du N-hydroxysuccin-imide (NHS), pour faciliter la formation de liaison amide avec les tissus (Fig. 1 supplémentaire). Selon les besoins d'applications spécifiques, le liquide infusé peut également contenir d'autres composants fonctionnels, par exemple, un agent antibactérien pour éviter une infection bactérienne. Les produits sont immédiatement déployés ou stockés à -80 °C avant utilisation.

Pour répondre au premier critère de conception, nous concevons la microstructure de LIMB en optimisant la concentration en polymère et les conditions de gélification. Bien que fixant le chitosane à 1,5 % p/v, nous faisons varier les concentrations de PAAm de 0,5 M (2,1 % p/v) à 5 M (21 % p/v) ; les produits résultants sont notés "xM-LIMB" selon la concentration xM PAAm. L'imagerie par microscopie électronique à balayage (SEM) révèle les surfaces et les structures internes des xérogels résultants, confirmant la présence de macropores interconnectés dans LIMB après congélation et lyophilisation à -20 ° C (Fig. 2a supplémentaire). La taille des pores de 2M-LIMB est d'environ 200 µm et 10 à 50 fois plus grande que celle de 5M-LIMB (Fig. 1e), indiquant une relation inverse entre la concentration en PAAm et la taille des pores. La structure poreuse de 2M-LIMB est uniforme dans toute la matrice, tandis que 5M-LIMB contient des pores de surface beaucoup plus petits que ceux de la masse (Fig. 1e). Il convient de noter que la vue en coupe montre une séparation de phases non homogène au centre de 5M-LIMB (Fig. 2b supplémentaire). Ces résultats sont attribués à la rigidité élevée et à la teneur en solides de 5M-LIMB et au refroidissement rapide à la surface, limitant la croissance des cristaux de glace et la taille des pores qui en résulte.

Les structures macroporeuses sont souvent vulnérables à la rupture mais pourraient être contournées par une matrice dure et insensible aux pores25,26. Pour tester ce point, nous effectuons des tests de cisaillement pur pour caractériser la ténacité et la sensibilité des pores de LIMB. Après équilibre dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS), LIMB présente une énergie de fracture élevée> 1500 J m -2 et une grande déformabilité (limite d'étirement> 6) (Fig. 1f, g et Fig. 3 supplémentaire). La ténacité élevée est également confirmée par de grandes boucles d'hystérésis lors d'essais de traction cyclique jusqu'à 210% de déformations (Fig. 4 supplémentaire). La propriété dissipative se maintient même lorsque LIMB est partiellement déshydraté. Ces propriétés dépassent les tissus/organes mous tels que le cartilage et les vaisseaux sanguins, ainsi que l'adhésif résistant entièrement gonflé dans les travaux antérieurs12,27,28. La performance mécanique du xérogel est attribuée à sa conception à double réseau, où les liaisons hydrogène dissipent une énergie substantielle et résistent au gonflement21,25.

Pour quantifier davantage la sensibilité aux pores en tant que défauts, nous estimons la longueur critique de la sensibilité aux défauts en divisant la ténacité à la rupture (Γ) par le travail à la rupture (\({W}_{f}\), la zone sous la courbe contrainte-étirement nominale)29. La longueur critique de LIMB est d'environ 5 mm (Fig. 1h), supérieure d'un ordre de grandeur à la taille des macropores intégrés. Les résultats impliquent que le LIMB est immunisé contre les macropores et les fractures, répondant au deuxième critère de conception.

Une autre propriété mécanique importante est la rigidité, qui détermine la conformité de LIMB aux surfaces tissulaires. Comme sensibles à l'hydratation, les xérogels sont infusés avec différentes quantités de liquide fonctionnel adhésif pour former des LIMB, qui sont testés pour les modules de Young. Avec une hydratation de 25% (c'est-à-dire que 25% du volume de LIMB est le liquide infusé), 2M-LIMB présente des modules de Young beaucoup plus faibles (20-70 kPa) que celui de 5M-LIMB (100-200 kPa) (Fig. 4 supplémentaire). Selon le critère de Dahlquist selon lequel les matériaux mous sont plus collants lorsque le module est inférieur à 100 kPa30, nous choisissons 2M-LIMB comme configuration par défaut pour une enquête plus approfondie.

La nature macroporeuse et déshydratée de LIMB pourrait permettre et accélérer l'absorption du fluide interfacial. Nous caractérisons la vitesse et la capacité d'absorption des fluides interfaciaux des LIMB et des NB. LIMB absorbe rapidement le liquide en raison de l'aspiration capillaire des grands pores par rapport au mécanisme dominé par la diffusion des NB à l'état sec ou humide (Fig. 2a). La corrélation entre la taille des pores et l'absorption de fluide peut être comprise selon la loi de Washburn11. Le temps nécessaire à LIMB pour s'imbiber du fluide interfacial est donné par :

où \(h\) est l'épaisseur de la couche de fluide, \(\eta\) est la viscosité du fluide, \(\gamma\) est la tension superficielle du fluide, \(\theta\) est l'angle de contact, \(\varPhi\) et \(R\) sont respectivement la porosité et la taille des pores de la matrice. Comme nos mesures informent \(\varPhi \propto {R}^{1/5}\) (Fig. 5 supplémentaire), le temps d'absorption du fluide évolue donc avec \({R}^{-7/5}\). L'indication que l'absorption de liquide s'accélère avec des pores plus grands concorde bien avec nos résultats.

a Cinétique d'absorption des fluides ; b Cinétique de formation d'adhérences. c Diffusivité effective de NB et LIMB. d Photos numériques et distribution du signal rouge montrant des membres avec différentes tailles de pores de surface après absorption de sang total (photos en médaillon). e Images SEM montrant LIMB avant et après l'absorption de sang total. f Énergie d'adhérence sur les surfaces exposées au sang en fonction de la taille des pores de surface. g Cinétique de coagulation du sang total placé sur LIMB et NB. Plus la valeur de l'indice est faible, plus le degré de coagulation du sang est élevé. h Schémas montrant différents scénarios de mouillage de la surface et de l'intérieur du foie. i Énergie d'adhérence de NB et LIMB sur la surface sèche du foie (capsule) et l'intérieur du foie humide (parenchyme) sans appliquer de pression. j Énergie d'adhérence sur les surfaces hépatiques exposées au sang sans appliquer de pression. Les valeurs en a, b, f, g, i, j représentent la moyenne ± sd (n = 3 pour a, b ; n = 4 pour f, i, j ; n = 6 pour NB et 4 pour LIMB en g ; l'expérience a été répétée quatre fois indépendamment avec des résultats similaires pour e). La signification statistique et les valeurs P ont été déterminées par un test t bilatéral.

Pour comparer davantage l'effet du fluide interfacial sur l'adhérence, nous mesurons l'énergie d'adhérence de LIMB sur l'enveloppe de collagène tout en faisant varier l'épaisseur de PBS à l'interface. L'enveloppe en collagène imite la surface des tissus et permet un contrôle précis du fluide interfacial pour correspondre à l'épaisseur du mucus pour une pertinence physiologique31. Nous constatons que le temps d'initiation de l'adhérence (\({t}_{{{{{{\rm{ad}}}}}}}\)) est inférieur à 15 s pour LIMB, compte tenu de l'épaisseur du fluide interfacial (\({H}_{{{{{{\rm{if}}}}}}\)) d'environ 250 μm ; lorsque \({H}_{{{{{{\rm{if}}}}}}}\) augmente à ~750 μm, \({t}_{{{{{{\rm{ad}}}}}}}\) est prolongé jusqu'à 130 s (Fig. 2b). En revanche, NB ne forme aucune adhérence dans les 420 s. Comme l'adhérence est initiée lors du nettoyage du fluide interfacial, nous pouvons estimer la diffusivité effective avec

La diffusivité de LIMB est de ~4,2\(\times\)10−9 m2/s, soit 30 fois plus élevée que celle de NB (Fig. 2c).

Comme le sang total diffère des autres fluides corporels en termes de cellules sanguines et de capacité de coagulation, nous étudions les interactions physiques et hémostatiques entre le LIMB et le sang. Nous examinons d'abord la capacité d'absorption du sang en fonction de la taille des pores de surface. Comme prévu, le 2M-LIMB avec des pores plus grands absorbe le sang total, tandis que le 5M-LIMB n'absorbe que le plasma en raison des interactions stériques entre les petits pores et les cellules sanguines. Ce résultat est étayé par la comparaison du signal rouge, un indicateur des globules rouges (GR), entre les deux conditions testées (Fig. 2d). L'imagerie SEM révèle que des globules rouges se trouvent dans 2M-LIMB sur toute la profondeur de la matrice poreuse (Fig. 2e et Fig. 6 supplémentaire). Un effet en aval de l'absorption sanguine est confirmé par le fait que 2M-LIMB adhère mieux au foie (Fig. 2f). Ces résultats confirment notre hypothèse selon laquelle de grands pores ouverts peuvent efficacement absorber les cellules sanguines et favoriser la bioadhésion.

Un autre avantage de LIMB est sa capacité à favoriser la coagulation sanguine à proximité et à l'intérieur de la matrice LIMB. Cette capacité de coagulation est quantifiée avec un indice de coagulation sanguine, reflétant la quantité de globules rouges libres qui ne sont pas dans les caillots, selon un protocole précédemment rapporté2,32,33,34. L'indice de coagulation sanguine est en corrélation inverse avec le degré de formation de caillots sanguins. Nous constatons que la coagulation se produit en quelques secondes lors du contact entre LIMB et le sang total (Fig. 2g). Ce phénomène est inédit au N.-B., malgré la présence du même polymère de chitosane à fonction hémostatique connue. Nous apportons ainsi la différence à la nature poreuse et déshydratée de la matrice LIMB, qui entre en contact et concentre les globules rouges et les plaquettes dans le sang absorbé, et accélère ainsi considérablement la cascade de coagulation35. Outre l'hémostase, la formation de caillots pourrait aider à obstruer les pores dans LIMB pour éviter les fuites transmembranaires pour des performances d'étanchéité, comme indiqué plus loin. La capacité de coagulation différencie LIMB des mastics bioadhésifs reposant uniquement sur les effets de barrière physique dans les travaux antérieurs7,8.

De nombreuses surfaces de tissus sont encrassées/recouvertes de substances biologiques telles que le mucus et le sang, qui altèrent les performances des bioadhésifs. Prenez le foie comme exemple; la partie externe, la capsule de Glisson, peut être recouverte de sang dans des conditions traumatiques et chirurgicales, tandis que sa partie interne, le parenchyme, est recouverte d'un liquide interstitiel visqueux (Fig. 2h). Nous testons les performances de bioadhésion de LIMB sur ces surfaces sans compression et les comparons avec NB (Fig. 7 supplémentaire). Sur la surface sèche de la capsule d'organe, l'énergie d'adhésion de LIMB est 2, 4 fois supérieure à celle de NB (Fig. 2i). Un contraste plus élevé se trouve sur le parenchyme humide, où l'énergie d'adhésion de ~40 J m−2 pour LIMB est plus de 4 fois supérieure à ~9 J m−2 pour NB. Notez que l'adhérence plus faible sur le parenchyme que sur la capsule de l'organe est probablement due au fait que le parenchyme est plus fragile. Une conclusion similaire se présente lorsque les surfaces sont encrassées de sang. Les performances du NB se détériorent à mesure que les composants sanguins altèrent le contact entre le NB et le tissu. Aucune réduction de ce type n'est observée avec LIMB car il peut efficacement absorber et éliminer le sang comme indiqué ci-dessus (Fig. 2j).

Outre le foie, LIMB peut obtenir une adhérence forte et universelle sans compression sur diverses surfaces. Par exemple, l'adhérence entre LIMB et la peau porcine est indépendante de la pression appliquée (0-8 kPa) (Fig. 3a). Des performances d'adhérence similaires sont trouvées sur d'autres tissus, tels que l'aorte humaine et le cœur porcin, avec ou sans pression (Fig. 3b). À titre de démonstration, LIMB forme une adhésion stable à un cœur de porc exposé au sang sans nécessiter de compression (Fig. 8 supplémentaire et film 1). En plus des tissus, LIMB présente une adhérence insensible à la pression sur les hydrogels et les élastomères (Fig. 3b). Sans pression, LIMB peut obtenir une forte adhérence qui surpasse les colles de fibrine et les rubans médicaux (10–20 J m−2)21,27. Parmi les hydrogels testés, les hydrogels de gélatine sont trop fragiles pour survivre à la compression pour la formation d'adhérences. L'adhérence robuste insensible à la pression est attribuée à la structure unique de LIMB : la matrice de xérogel peut absorber spontanément les fluides interfaciaux, formant un contact intime et une forte liaison avec les substrats à l'aide du liquide infusé. Cette fonctionnalité permet une large utilité de LIMB dans divers contextes médicaux et d'ingénierie.

un LIMB est insensible à la pression dans une plage de basse pression. b Performances d'adhérence sur divers substrats avec et sans application de pression (~60 kPa) pour former l'adhérence initiale. L'adhérence sur l'aorte humaine avec pression n'a pas été mesurée en raison de l'indisponibilité des échantillons de tissus. c Énergie d'adhésion en fonction de l'état d'hydratation. d Le chlorure de benzalkonium (BZK) en tant que liquide fonctionnel antimicrobien peut permettre à LIMB d'avoir une fonction antimicrobienne, comme en témoignent les tests LIVE/DEAD sur P. aeruginosa et S. aureus. e Viabilité et f Comparaisons d'attachement de cellules vivantes entre LIMB et LIMB chargé de BZK. g Temps de demi-vie EDC lorsqu'il est stocké dans différents adhésifs. h Le liquide infusé a un effet réservoir qui permet une adhésion reproductible. i Le liquide infusé peut être stocké dans LIMB à basse température pour une durée de conservation prolongée. Les valeurs dans a–c, e–i représentent la moyenne ± sd (n = 4 pour a–c, g–i ; n = 12 pour e, f). La signification statistique et les valeurs P ont été déterminées par un test t bilatéral pour la comparaison entre deux groupes et une ANOVA unidirectionnelle avec des tests de Tukey post hoc pour la comparaison entre plusieurs groupes.

Les performances et les fonctionnalités de LIMB sont réglables avec le liquide infusé. Comme indiqué ci-dessus que l'absorption des fluides interfaciaux influence l'adhérence, nous émettons l'hypothèse que la quantité de liquide infusé ou l'état d'hydratation pourrait influencer les performances d'adhérence de LIMB. Nous chargeons et testons LIMB avec différentes quantités de liquide fonctionnel adhésif (0 à 100 %) sur du cœur de porc humide (Fig. 3c). Pour le LIMB hydraté à 0 %, la surface du LIMB initialement sec est apprêtée avec le liquide fonctionnel adhésif et immédiatement appliquée sur le tissu. Comme prévu, l'énergie d'adhésion évolue inversement avec l'état d'hydratation (Fig. 3c). Une corrélation similaire est trouvée entre la vitesse de formation de l'adhérence et l'état d'hydratation, où le LIMB hydraté à 0% forme une adhérence instantanée avec les tissus humides au contact, contrairement au LIMB hydraté à 100% (Fig. 9 supplémentaire). La viscosité du liquide fonctionnel adhésif semble altérer les performances d'adhérence, mais son rôle est moins important par rapport à la quantité de chargement du liquide fonctionnel (Fig. 10 supplémentaire).

Le liquide infusé peut également fonctionnaliser LIMB. Nous démontrons cette possibilité en chargeant LIMB avec un agent antimicrobien, 5% de chlorure de benzalkonium (BZK), pour la fonction antibactérienne souhaitée dans de nombreux contextes chirurgicaux36 (Fig. 3d). Nous testons les fonctions antimicrobiennes et antisalissures en exposant le LIMB chargé de BZK à deux bactéries pathogènes modèles : P. aeruginosa et S. aureus. Comparé au LIMB vierge, le BZK-LIMB présente des effets plus importants de destruction des bactéries et d'inhibition de l'attachement (Fig. 3e, f). Les résultats démontrent l'accordabilité et la modularité de LIMB avec la conception à infiltration liquide.

La conception unique de LIMB permet également de répondre à d'importantes considérations translationnelles concernant la convivialité et le stockage. Minimiser les réactions chimiques entre le liquide et la matrice est une prémisse pour étendre la fenêtre de temps d'utilisation et prolonger la stabilité de LIMB. À cette fin, la matrice et le liquide infusé de LIMB sont choisis à base de chitosane (riche en amine primaire) ; en tant que tel, aucune réaction de carbodiimide ne se produirait. Pour tester ce point, nous préparons également un autre LIMB à base d'alginate (riche en acide carboxylique) à titre de comparaison. Les LIMB à base de chitosan et d'alginate sont chargés avec le même liquide fonctionnel adhésif (chitosan, EDC et NHS) et stockés à 4 ° C dans des conteneurs scellés. Nous caractérisons l'énergie d'adhésion des LIMBs sur la peau porcine en fonction de la durée de stockage. Le LIMB à base de chitosane conserve son adhérence même après 24 h (Fig. 11 supplémentaire). L'augmentation de la température de stockage a tendance à réduire la stabilité de LIMB. L'énergie d'adhérence du LIMB stocké à température ambiante diminue avec la durée de stockage, ce qui peut être lié à l'hydrolyse d'agents adhésifs tels que l'EDC. Néanmoins, le LIMB stocké conserve une adhérence appréciable pendant 6 h (Fig. 12 supplémentaire), ce qui satisfait la plupart des interventions chirurgicales. En comparaison, le LIMB à base d'alginate présente une demi-vie beaucoup plus courte, car le liquide infusé réagit avec la matrice à base d'alginate via des réactions de carbodiimide (Fig. 3g); pour NB, la perte d'adhésivité est attribuée au manque de réactifs adhésifs.

Avec la compatibilité confirmée, LIMB devrait maintenir son adhérence pendant le repositionnement et le stockage à long terme. D'une part, les agents adhésifs stockés dans les macropores peuvent reconstituer la surface pour une adhérence reproductible. Nous mesurons l'énergie d'adhésion en attachant le même LIMB hydraté à 50 % à des foies de porc frais trois fois de suite, imitant le scénario de repositionnement. LIMB maintient une adhésion appréciable (>30 J m−2) dans toutes les répétitions. En revanche, l'énergie d'adhésion de NB à la troisième tentative diminue à un sixième de celle de la première tentative (Fig. 3h). Une telle caractéristique saillante permet les corrections de l'emplacement de LIMB pour un placement optimal. D'autre part, LIMB pourrait être stocké pendant une période prolongée à -80 ° C, ce qui est couramment utilisé pour le stockage de produits thérapeutiques et chimiques. La basse température peut inhiber la dégradation des agents adhésifs et améliorer encore leur stabilité au sein de LIMB. Pour tester cette possibilité, nous examinons les performances d'adhérence de LIMB hydraté à 25% après stockage sur des capsules de foie exposées au sang sans appliquer de compression et constatons que LIMB reste hautement adhésif pendant 90 jours (Fig. 3i). Ces attributs collectifs soutiennent la commodité et la convivialité de LIMB.

Nous combinons une série de tests in vitro et in vivo pour évaluer l'innocuité et l'efficacité de LIMB pour le contrôle des hémorragies. Bien que LIMB contienne du PAAm hydrophile, le réseau de chitosane physiquement réticulé peut supprimer efficacement le gonflement du réseau hybride. En conséquence, LIMB ne présente presque aucun gonflement lorsqu'il est immergé dans du PBS (Fig. 4a et Fig. 13 supplémentaire). L'incorporation d'un réticulant dégradable pour le réseau PAAm et le chitosane biodégradable rend LIMB biodégradable. Un profil de dégradation stable de LIMB est observé lorsqu'il est exposé à une solution enzymatique comprenant du lysozyme et de la collagénase à des niveaux physiologiques (Fig. 4b). La biodégradabilité est essentielle pour une utilisation hémostatique afin d'éviter le besoin de retrait et de chirurgies secondaires23,37. Nous évaluons également la cytocompatibilité de LIMB selon la norme de l'Organisation internationale de normalisation (ISO) 10993-5 : Tests de cytotoxicité in vitro. Des fibroblastes de cordes vocales humaines immortalisées (hVFF) sont utilisés. La culture cellulaire in vitro montre plus de 98% de viabilité cellulaire tout au long d'une culture de 7 jours, prouvant la cytocompatibilité de LIMB (Fig. 4c).

a Gonflement du membre dans le PBS. b Poids d'hydrogel restant au fil du temps lorsque les hydrogels sont exposés au PBS et au PBS avec des enzymes (collagénase et lysozyme). c Essai LIVE/DEAD des cellules dans le contrôle et LIMB. Contrôle : culture cellulaire sur plaque 96 puits standard. d Images schématiques et histologiques montrant les implants et les tissus voisins après 3, 7 et 28 jours après l'implantation. Les LIMB utilisés ici étaient 2M-LIMB avec 25% du volume infusé avec un liquide fonctionnel adhésif. e Biodistribution des produits dégradés de LIMB dans les principaux organes sur une période de 28 jours. Des LIMB marqués au FITC ont été utilisés pour montrer la fluorescence. f Intensité fluorescente moyenne dans le temps à partir de la biodistribution. e Schéma montrant la mesure de la pression d'éclatement. f Pression d'éclatement de LIMB avec et sans liquide infusé. LIMB sans liquide infusé ne présente pas de fonction d'étanchéité perceptible tandis que LIMB avec liquide infusé résiste au passage du débit à une pression d'éclatement raisonnable. g Pression d'éclatement de LIMB hydraté à 25 % avec et sans support rigide. Les valeurs dans a–c, f, h, i représentent la moyenne ± sd (n = 4 pour a–c, h ; n = 2 animaux biologiquement indépendants pour e, f ; n = 5 pour No infused liquid et 6 pour With infused liquid in i ; L'expérience a été répétée quatre fois indépendamment avec des résultats similaires pour d). La signification statistique et les valeurs P ont été déterminées par un test t bilatéral.

La biocompatibilité in vivo du LIMB est examinée par implantation sous-cutanée chez le rat pendant 28 jours et comparée au NB. Les explants conservent leur intégrité physique après l'implantation (Fig. 14 et Fig. 15 supplémentaires). Les coupes histologiques montrent une capsule très fine avec de rares cellules géantes de type corps étranger à l'interface entre les tissus et l'ensemble des implants (Fig. 4d) ; il n'y a aucune preuve d'inflammation active ou chronique ou de réponses éosinophiles allergiques. Conformément au test de cytocompatibilité, les résultats concluent que LIMB et NB provoquent des réponses inflammatoires minimales comparables in vivo. La toxicité de l'EDC dépend de la concentration; lorsqu'il est utilisé à de faibles concentrations, l'EDC n'induit aucune toxicité grave23,27,38,39,40 (tableau supplémentaire 1). Compte tenu de la forte adhérence et de l'effet d'étanchéité de l'EDC, ses avantages dans le traitement des situations potentiellement mortelles l'emportent sur sa cytotoxicité locale. Il convient également de noter que l'EDC pourrait être remplacé par d'autres agents bioadhésifs, tels que la transglutaminase41, les polysaccharides oxydés42 et les biopolymères modifiés par catéchol43, qui sont considérés comme biocompatibles et capables de lier le LIMB aux tissus biologiques. LIMB en tant que technologie de plate-forme peut être personnalisée pour s'adapter à une variété d'agents adhésifs.

Nous étudions également la biodégradation in vivo et évaluons la toxicité des produits de dégradation. En utilisant des LIMB marqués au FITC et l'imagerie de biodistribution IVIS, nous cartographions la voie de clairance de LIMB sur 28 jours (Fig. 4e). Comme prévu, la clairance se fait principalement par le foie et les reins (Fig. 4f). Un changement de taille lent et régulier est également observé (Fig. 15 supplémentaire). Lors de l'analyse histologique, il n'y a aucun signe de toxicité systématique pour les principaux organes au jour 28 (Fig. 16 supplémentaire), ce qui suggère la sécurité de LIMB pour une implantation à long terme.

La combinaison des performances hémostatiques et de bioadhésion permet à LIMB de sceller les flux latéraux et transmembranaires des fluides corporels. Bien que la structure macroporeuse concerne les fuites, l'infiltration du liquide fonctionnel adhésif à l'intérieur de LIMB pourrait fournir des effets d'injection de liquide pour assurer l'étanchéité44,45. Pour prouver ce point, nous testons la pression d'éclatement de LIMB en fonction de l'infiltration de liquide. Lorsque 25% des pores sont infusés de liquide, le 25%-LIMB présente une pression d'éclatement élevée à ~ 66 mmHg, contrairement à presque aucune étanchéité de LIMB sans liquide infusé (Fig. 4g, h). L'étanchéité décente est attribuée au liquide infusé qui ferme les macropores pour les fuites de sang. Lorsqu'il est testé sur des tissus cardiaques, le 25 %-LIMB atteint ~ 95 et ~ 308 mmHg de pression d'éclatement avec et sans support rigide, respectivement, montrant une excellente performance d'étanchéité (Fig. 4i). Le scellement est prolongé car il a été démontré que l'attachement au tissu persiste même après avoir été immergé sous PBS pendant plus de 8 jours (Supplémentaire Film 2).

Nous évaluons l'innocuité et l'efficacité de LIMB dans différents modèles animaux avec une pertinence physiologique par rapport à l'éponge de gélatine hémostatique résorbable commerciale SURGIFOAM (Ethicon). Les plaies profondes avec de petites entrées, par exemple, causées par des tirs d'armes légères limitent le contact direct entre les hémostatiques et les vaisseaux saignants46. L'hémorragie non compressible qui en résulte a des résultats de traitement limités avec les technologies hémostatiques actuelles2,32. Nous utilisons un modèle de défaut de volume de foie de rat (4 mm de diamètre et 3 mm de profondeur) pour évaluer l'efficacité de LIMB en tant qu'hémostat implantable pour arrêter l'hémorragie non compressible (Fig. 5a et Fig. 17 supplémentaire). L'atteinte hépatique reçoit LIMB ou SURGIFOAM de même taille. L'efficacité hémostatique de LIMB se manifeste par une faible perte de sang (99,8 mg) et un temps d'hémostase rapide (31,5 s). Comparé à 517,1 mg et 165,8 s pour SURGIFOAM, notre matériau atteint une amélioration globale de 5 fois dans les deux critères (Fig. 5b, c).

a Illustration d'un modèle d'hémorragie non compressible d'anomalie volumétrique du foie sur un rat sans appliquer de pression. b Perte de sang et c comparaison du temps jusqu'à l'hémostase. d Images histologiques montrant les implants après 2 semaines. Les symboles "Triangle" pointent vers des cellules géantes de type corps étranger ; Les symboles "flèches" pointent vers les lymphocytes ; Les symboles "étoiles" indiquent les éosinophiles. e–h Comparaisons des réponses immunitaires. i Illustration d'une hémorragie d'incision profonde sur le foie de rat. j, perte de sang et k, comparaisons du temps d'hémostase entre différents hémostatiques. l Comparaison de la force d'adhérence après hémostase à ~120 s. m Illustration d'une hémorragie d'incision profonde sur le foie de porc. n Perte de sang et o, comparaisons du temps jusqu'à l'hémostase. Les valeurs en b, c, e - h, i - l, n, o représentent la moyenne ± sd (n = 4 pour b, c; n = 6 pour le chirurgic et 7 pour les membres en e - h; n = 5 pour la gaze, la gaze de combat, et le membre et 6 pour nb en j, k; n = 6 pour nb et 4 pour les membres de la langue) pour les schaps La signification statistique et les valeurs P ont été déterminées par un test t bilatéral pour b, c, e–h, i–l et un test t unilatéral pour n, o.

En plus de la réponse aiguë, la biocompatibilité à long terme in vivo est évaluée en examinant les matériaux implantés pendant 2 semaines après l'hémostase (Fig. 5d). Quatre paramètres de réponses immunitaires potentielles sont utilisés, y compris l'épaisseur de la capsule fibreuse (FC), la densité des cellules géantes pour les réactions à corps étrangers, la densité des lymphocytes pour les réponses inflammatoires et la densité des éosinophiles pour les réponses allergiques. L'analyse statistique démontre un avantage considérable de LIMB sur SURGIFOAM dans toutes les métriques mesurées. Plus précisément, LIMB induit un FC mince (~ 53 µm), des réactions à corps étrangers très légères, une inflammation minimale et des réponses allergiques. En comparaison, SURGIFOAM conduit à un FC épais (~431 µm) et à un degré élevé de corps étrangers et de réponses inflammatoires ; la réponse allergique est modérée mais significativement supérieure à celle de LIMB (Fig. 5e-h). Dans l'ensemble, LIMB est très prometteur pour être utilisé comme hémostatique implantable pour arrêter les hémorragies non compressibles.

Nous testons en outre LIMB pour le traitement de l'hémorragie par incision profonde. Des modèles d'incision de foie de rat et de porc sont utilisés ; NB, une gaze standard et une gaze de combat disponible dans le commerce (QuickClot) sont incluses à titre de comparaison. Les hémostatiques sont positionnés de manière stable sur les sites de saignement et exposés à aucune pression pour tester l'hémostase insensible à la pression43. Pour le modèle de rat, une incision de 7 mm de longueur et 3 mm de profondeur est créée sur le foie. La perte de sang qui en résulte est significativement plus faible pour LIMB par rapport à d'autres hémostatiques, y compris NB, la gaze standard et la gaze de combat (Fig. 5i, j et Supplémentaire Fig. 18). En raison de l'aspect translucide, le temps exact d'hémostase de LIMB est difficile à mesurer. Tous les LIMB testés arrêtent le saignement dans les 120 s du point de contrôle et sont beaucoup plus rapides que les autres produits (Fig. 5k). Nous utilisons un test "pull-off" pour mesurer la force d'adhésion de LIMB au foie qui saigne à ~ 120 s, avant la formation de liaisons chimiques. LIMB est solidement attaché au foie blessé sur la base de la seule aspiration capillaire, montrant une force d'adhérence significativement plus élevée que NB (Fig. 5l). La formation d'adhérence indique que LIMB a réussi à éliminer le sang interfacial. Pour le modèle de porc, une incision de 15 mm de longueur et de 10 mm de profondeur sur le foie est créée (Fig. 5m et Supplémentaire Fig. 19). La perte de sang moyenne pour la gaze et le LIMB est de 69,5 et 17,1 ml, respectivement (Fig. 5n). Nous observons également le temps d'hémostase dans un temps limite de 10 minutes pour les deux groupes. Les événements d'hémostase réussis sont indiqués par des points et les échecs d'hémostase par des croix (Fig. 5o); 4 blessures porcines sur 6 traitées avec LIMB arrêtent de saigner dans les 10 minutes, mais seulement 2 blessures sur 7 traitées avec de la gaze ordinaire réussissent. Le taux d'hémostase réussie est de 66,7 % pour LIMB et de 28,6 % pour la gaze, soit une amélioration de plus de 2,3 fois. Les résultats combinés prouvent l'efficacité de LIMB dans l'arrêt des hémorragies par incision profonde.

LIMB peut être retiré instantanément et en toute sécurité à la demande, ce qui est un besoin non satisfait pour les bioadhésifs existants. L'adhésion de LIMB comporte deux étapes. Dans la première étape, environ les 2 premières minutes suivant la mise en place, l'adhérence provient principalement de l'aspiration capillaire des pores secs de LIMB. Ces interactions physiques peuvent être facilement désactivées en mouillant LIMB avec une solution saline (0,9 % de NaCl). Nous montrons que LIMB peut être décollé en toute sécurité du foie blessé immédiatement après le mouillage (Fig. 20 supplémentaire et film 3). De même, cette méthode s'applique aux procédures de repositionnement car elles sont généralement décidées en 1 à 2 min. LIMB peut être facilement détaché de la surface avec le mouillage ou être directement décollé.

Au-delà de cette fenêtre de temps, LIMB est toujours amovible avec des agents d'élimination pour cliver les liaisons formées à l'interface. Les agents d'élimination sont nécessaires car des liaisons covalentes apparaissent après 2 min en raison de l'EDC et du plateau en 10 min. Une fois les liaisons chimiques formées, LIMB ne peut pas être facilement détaché du tissu simplement en mouillant (Supplémentaire Film 4). Nous démontrons deux agents d'élimination : une solution d'acide acétique (0,1 M) et une solution de lysozyme (75 mg/mL). L'acide acétique peut rapidement perturber ces liaisons et même dissoudre les réseaux de chitosane à l'interface et dans LIMB, qui sont responsables de l'adhérence humide (Supplementary Movie 5) ; notez que la solution d'acide acétique utilisée est à faible concentration et peut être rapidement neutralisée avec une solution saline par la suite. Alternativement, le lysozyme agit comme des ciseaux pour couper les chaînes de chitosane. Après 10 minutes d'exposition au lysozyme, l'adhérence entre LIMB et le foie blessé est sensiblement affaiblie (Supplémentaire Film 6). Il convient de noter que nous n'avons observé aucun nouveau saignement après le retrait de LIMB avec de l'acide acétique ou du lysozyme. L'expérience in vitro a également confirmé l'efficacité des agents d'élimination pour l'élimination à la demande de LIMB (Fig. 21 supplémentaire). Nous attribuons ce phénomène à la capacité de LIMB à favoriser la coagulation, un avantage par rapport aux scellants bioadhésifs existants qui ne bloquent physiquement que le site de saignement.

Dans cet article, nous avons décrit une conception bioadhésive hémostatique microstructurée en tirant parti de l'architecture bioinspirée, des adhésifs résistants et de l'infiltration de liquide. Les bioadhésifs microstructurés résultants peuvent former une adhérence instantanée et forte avec des surfaces bio-salissures sans avoir besoin de compression. Les bioadhésifs sont biodégradables, faciles à mettre en œuvre et stables pour un stockage à long terme. La fonctionnalité des adhésifs est facilement réglable avec le liquide fonctionnel infusé. Leur biocompatibilité et leur efficacité hémostatique surpassent plusieurs agents hémostatiques et bioadhésifs existants, comme en témoigne la diminution de la perte de sang dans les hémorragies non compressibles et profondes et étroites chez les petits et grands modèles animaux. Ils sont également amovibles instantanément et en toute sécurité à la demande. Nous prévoyons que le principe de conception rapporté et le système de matériaux galvaniseraient le développement et la traduction de bioadhésifs et de matériaux hémostatiques pour gérer les hémorragies.

Tous les produits chimiques ont été achetés et utilisés sans autre purification. Les matériaux pour la synthèse d'hydrogel comprennent : l'acrylamide (AAm, Sigma, A9099), le N,N'-méthylènebisacrylamide (MBAA ; Sigma-Aldrich, M7279), le persulfate d'ammonium (APS, Sigma-Aldrich, A3678), la tétraméthyléthylènediamine (TEMED, Sigma-Aldrich, T7024), le chitosane (degré de désacétylation, DDA : 95 %, de poids moléculaire moyen et élevé, Lyphar Biotech), alginate (poids moléculaire élevé, I-1G, KIMICA Corporation), bicarbonate de sodium (Fisher Scientific, S233), phosphate de sodium monobasique (NaH2PO4, Sigma-Aldrich, S8282), phosphate de sodium dibasique (Na2HPO4, Sigma-Aldrich, S7907), acide acétique (Sigma-Aldrich, A6283), chlorure de benzalkonium (BZ K, Fisher Scientific, AA4133914). Le méthacrylate de gélatine (GelMA) a été synthétisé selon un protocole rapporté précédemment47 et utilisé comme agent de réticulation dégradable. Les matériaux pour les expériences d'adhérence comprennent : le chlorhydrate de N-(3-diméthylaminopropyl)-N'-éthylcarbodiimide (EDC, Sigma-Aldrich, 03450), le N-hydroxysuccinimide (NHS, Sigma-Aldrich, 130672), l'enveloppe de collagène (Weston) et le VHB (3 M). Des tissus de foie, de cœur et de peau de porc ont été achetés dans une épicerie locale. Les matériaux pour synthétiser les hydrogels marqués par fluorescence comprennent : l'isothiocyanate de fluorescéine-5 (Thermo Fisher, F1907), l'isothiocyanate de rhodamine-B (Cayman Chemical, 20653), le méthanol anhydre (Fisher Scientific, A412-1), les filtres PES de 0,22 μm (Fisher Scientific, 13100106) et les tubes de dialyse 3,5 K MWCO (Fisher Scientific, PI88244).

Les poudres d'acrylamide et de chitosane ont d'abord été dissoutes dans de l'acide acétique 0,2 M à 3,3 mol/L et 2,5 %, respectivement. GelMA a été ajouté à la solution AAm-chitosane en tant qu'agent de réticulation dégradable à une concentration de 0,11 % p/v. Une solution gélifiante pour induire la réticulation physique du chitosane a été préparée en mélangeant d'abord 0,1 M Na2HPO4 et 0,1 M NaH2PO4 à un rapport volumique de 50:3, suivi de l'ajout de bicarbonate de sodium à une concentration finale de 0,306 M. L'APS a été ajouté à la solution gélifiante à une concentration de 0,225 % comme initiateur. Les deux solutions ont été dégazées, rapidement mélangées à un rapport volumique de 3: 2 (solution de précurseur par rapport à la solution gélifiante) et versées dans un moule en verre pour la gélification à température ambiante pendant une nuit.

NB a d'abord été préparé sur la base du protocole mentionné ci-dessus. Pour générer des pores, NB a d'abord été dialysé dans de l'eau désionisée (DI) pendant 1 jour pour éliminer les réactifs n'ayant pas réagi. Le xérogel 2M a été complété en plaçant d'abord le NB dialysé dans un congélateur à -20 ° C pendant 24 h pour former des cristaux de glace, puis lyophilisé. Pour le xérogel 5M, la même procédure a été appliquée, sauf que la concentration initiale d'acrylamide dans la solution de précurseur était de 8,3 M. Pour le xérogel 0,5M, les poudres d'acrylamide et de chitosane ont d'abord été dissoutes dans de l'acide acétique 0,2 M à 0,83 mol/L et 2,5 %, respectivement. GelMA a été ajouté à la solution AAm-chitosane à 0,11 % p/v. Le TEMED a ensuite été ajouté à la solution de polymère à une concentration de 0,5 %. L'APS a été dissous dans de l'eau DI à une concentration de 0,625 % pour former la solution d'initiateur. Les solutions ont été refroidies à 4°C pour ralentir la polymérisation avant congélation. Les solutions ont ensuite été rapidement mélangées à un rapport volumique de 3: 2 (solution de précurseur par rapport à la solution d'initiateur) et versées dans un moule en verre pré-refroidi (-20 ° C). Après une période d'incubation de 24 h à -20 ° C, les gels ont été retirés du moule et décongelés dans une solution de bicarbonate de sodium 0,306 M pré-refroidie (4 ° C). Les gels ont ensuite été d'abord dialysés dans de l'eau DI pendant 1 jour pour éliminer les réactifs n'ayant pas réagi avant la lyophilisation pour former le xérogel pour l'utilisation de la matrice LIMB.

Le xérogel à base d'alginate a d'abord été préparé en dissolvant des poudres d'acrylamide et d'alginate dans de l'eau DI pour atteindre une concentration de 2 mol/L et 2,256 %, respectivement. MBAA a été ajouté à la solution AAm-alginate à un rapport pondéral de 0,0006: 1 (le poids de MBAA par rapport à l'acrylamide) pour former la solution de précurseur. Une solution gélifiante a été préparée en dissolvant 6,87 % de CaSO4 et 3,58 % d'APS dans de l'eau DI. Le précurseur de polymère et la solution gélifiante ont ensuite été transférés séparément dans deux seringues. Le rapport volumique de la solution précurseur à la solution gélifiante était de 24:1. Les deux solutions ont été dégazées à l'intérieur des seringues avant utilisation. TEMED a été ajouté à la seringue de précurseur dégazé à un rapport pondéral de 0,0028: 1 (le poids de TEMED par rapport à l'acrylamide) avant le mélange. Les deux solutions ont été rapidement mélangées avec un connecteur de seringue et versées dans un moule en verre. L'hydrogel réticulé a ensuite été transféré dans un congélateur à -20 ° C pendant 24 h, puis lyophilisé pendant au moins 48 h pour former du xérogel d'alginate.

Pour obtenir le liquide fonctionnel adhésif, du chitosane à 2 % a d'abord été dissous dans de l'acide acétique 0,14 M jusqu'à un pH final de 5. La solution a été agitée pendant une nuit avant utilisation. EDC et NHS ont ensuite été ajoutés à la solution de chitosane, chacun à 20 mg/mL. Pour obtenir le liquide fonctionnel antibactérien, 5% de BZK ont été dissous dans de l'eau et agités pendant une nuit pour donner une solution claire à température ambiante.

LIMB a été préparé en infusant un liquide fonctionnel dans un xérogel. Plus précisément, le liquide fonctionnel a d'abord été appliqué sur un côté du xérogel à température ambiante. Le volume du liquide fonctionnel a été contrôlé précisément pour une certaine fraction volumique du xérogel. Un applicateur, tel qu'une pointe de pipette, a été utilisé pour répartir uniformément le liquide fonctionnel sur la surface du xérogel. Le liquide fonctionnel a été absorbé spontanément dans le xérogel sans intervention. Après 5 à 10 min, LIMB était prêt à être utilisé ou transféré dans un congélateur à -80 ° C pour un stockage à long terme.

Au total, 1% en poids de chitosane a d'abord été préparé par du chitosane dissous dans de l'acide acétique 80 mM. La solution a été stérilisée à travers des filtres PES de 0,22 mm avant utilisation. Un volume égal de méthanol anhydre a été ajouté à la solution de chitosane filtrée et agitée pendant 3 h à température ambiante. Le mélange a été dégazé avant utilisation. La rhodamine B et le FITC ont été dissous dans du méthanol anhydre à 2 mg mL-1 et 1 mg mL-1, respectivement. La solution de coloration a été ajoutée au mélange chitosane/méthanol goutte à goutte sous agitation. La concentration finale de colorants fluorescents dans le milieu réactionnel a été contrôlée pour donner le marqueur au résidu D-glucosamine dans un rapport de 1:50. La réaction a duré 18 h pour le chitosan marqué à la rhodamine B et 1 h pour le chitosan marqué au FITC dans l'obscurité à température ambiante. Ensuite, une solution de NaOH (1 mol/L) a été utilisée pour précipiter le chitosane de la solution. Les précipités ont été recueillis et dialysés contre de l'eau DI pendant 4 jours.

La structure poreuse des échantillons a été imagée à l'aide d'un microscope électronique à balayage à émission de champ (F50, FEI) sous divers grossissements. Les LIMB ont été revêtus de 4 nm de Pt à l'aide d'une coucheuse à pulvérisation à haute résolution (ACE600, Leica) pour augmenter leur conductivité de surface. La taille des pores a été analysée en mesurant au moins 20 pores pour chaque type d'échantillons à l'aide de l'outil de mesure dans ImageJ. La porosité a été calculée en transformant d'abord les images SEM en images binaires et en divisant le nombre de pixels blancs par le nombre de pixels noirs. Pour imager les échantillons après l'absorption du sang, les échantillons ont d'abord été déshydratés à l'aide d'un séchoir à point supercritique au CO2 (CPD030, Leica) afin de préserver la morphologie d'origine avant l'imagerie SEM.

La ténacité à la fracture des hydrogels a été mesurée à l'aide d'essais de cisaillement pur. Une paire d'échantillons (largeur de 80 mm, épaisseur de 1,5 mm) a été collée sur des pinces acryliques rigides pour chaque test. Un échantillon n'était pas encoché et l'autre était encoché sur les bords. La hauteur (\(H\)) de l'échantillon (c'est-à-dire la distance entre les deux pinces en acrylique) était de 5 mm. L'échantillon non entaillé a été tiré par une machine Instron (modèle 5965) avec une cellule de charge de 1 kN à une vitesse de déformation de 2 min-1 pour mesurer la courbe contrainte-étirement (\(S-\lambda\)). Pour l'échantillon entaillé, une longueur d'encoche d'environ 30 mm a été introduite sur un bord de l'échantillon par une lame de rasoir. L'échantillon entaillé a été tiré jusqu'à rupture pour obtenir un étirement critique (\({\lambda }_{{{{{\rm{c}}}}}}}\)). Suite à des travaux antérieurs48,49, l'énergie de rupture a été calculée à partir de la courbe \(S-\lambda\) de l'échantillon non entaillé par

Pour mesurer le comportement en traction sous chargement cyclique, les xérogels ont été découpés en bandes de longueur 35 mm, largeur 5 mm et épaisseur 1,5 mm, et testés avec une machine Instron (cellule de charge 10 N). La vitesse de déplacement était de 100 mm min-1. La contrainte nominale (d'ingénierie) a été obtenue en divisant la force par la section transversale initiale. La déformation nominale (d'ingénierie) a été obtenue en divisant le changement de longueur par la longueur d'origine.

Les adhésifs et les substrats ont été découpés en bandes de longueur 80 mm, largeur 15 mm et épaisseur 1,5 mm. Du sang total de lapin de 150 μL a été distribué uniformément sur les substrats dans certaines circonstances. Les adhésifs ont été mis en contact avec divers substrats, incubés pendant 30 minutes à température ambiante ou à 4 ° C dans un récipient scellé, puis testés avec des tests de pelage à l'aide d'une machine Instron (cellule de charge 10 N ou 1 kN). Des films de polyéthylène rigide (PET) (100 µm d'épaisseur) ont été collés au dos du substrat et des adhésifs, respectivement, à l'aide de superglue (Krazy Glue) avant le test. Pour les tests de pelage à 90°, la vitesse de déplacement était de 50 mm min-1. L'énergie d'adhérence de l'échantillon a été calculée en divisant la force moyenne au niveau du plateau (\({F}_{{{{{{\rm{avg}}}}}}}\)) par la largeur de l'échantillon :

Pour les tests de pelage en T, la vitesse de déplacement était de 100 mm min-1. L'énergie d'adhérence de l'échantillon a été calculée en divisant deux fois \({F}_{{{{{{\rm{avg}}}}}}}\) par la largeur de l'échantillon :

Pour les tests d'adhérence impliquant l'aorte humaine, les échantillons ont été fournis par Transplant Québec après approbation du comité d'éthique de McGill. Un total de 4 échantillons d'aorte thoracique descendante ont été extraits de deux donneurs d'organes. Un donneur était un homme de 66 ans pesant 86 kg et mesurant 162 cm. La cause du décès était un traumatisme crânien. Le donneur était en bonne santé et sans maladie. L'autre donneur était un homme de 47 ans pesant 92 kg et mesurant 188 cm. La cause du décès était un accident vasculaire cérébral.

La cinétique de gonflement de LIMB, NB et NB sec (séché à l'air) a été mesurée en plaçant les échantillons sur la surface d'un réservoir d'eau avec une seule surface en contact avec le liquide. Le temps de contact a varié de 1 à 7200 s à température ambiante. L'absorption d'eau par poids d'échantillon a été calculée par \(\frac{{m}_{1}-{m}_{0}}{{m}_{0}}\), où \({m}_{1}\) est la masse mesurée de l'échantillon après absorption et \({m}_{0}\) la masse initiale de l'échantillon.

La cinétique d'adhésion du NB et du LIMB hydraté à 25% a été caractérisée à l'aide d'une configuration de cisaillement de recouvrement modifiée. Les adhésifs et l'enveloppe en collagène ont d'abord été collés sur un support en PET rigide. Le PBS a ensuite été appliqué uniformément sur l'enveloppe de collagène sur une surface plane pour former une couche barrière aux liquides. Une fissure initiale de 1 mm a été réservée à l'avant de la zone de chevauchement en attachant un morceau de parafilm fin au collagène avant d'ajouter du PBS. L'épaisseur du PBS était contrôlée par le volume du liquide. L'adhésif avec support a ensuite été mis en contact avec l'enveloppe de collagène recouverte de la couche barrière aux liquides sans appliquer de pression. La zone de chevauchement (largeur × longueur) de l'adhésif et de l'enveloppe en collagène a été contrôlée à 20 × 20 mm2. À un moment prédéterminé, le test de cisaillement de recouvrement a été effectué pour mesurer les courbes de force linéaire \(F\) (force de chargement/largeur) et de déformation nominale \(\varepsilon\) (déplacement/longueur). L'énergie d'adhérence a été calculée en utilisant

où \({\varepsilon }_{{{\max }}}\) est le déplacement auquel \(F\) a atteint le maximum.

Le test du temps de coagulation a été effectué selon un protocole précédemment rapporté2,32,33,34. Ce test était basé sur le fait que les globules rouges dans un caillot sont moins susceptibles de se rompre dans des conditions hypertoniques par rapport aux globules rouges libres en raison de leurs changements de forme pendant la coagulation50. LIMB et NB ont tous deux été préparés dans des formes cylindriques d'une hauteur de 5 mm et d'un diamètre de 10 mm. Un volume de 50 μL de sang total humain recalcifié (8 μL de CaCl2 0,2 ​​M ajouté pour 100 μL de sang humain, acheté auprès de BioIVT) a été ajouté à l'échantillon dans un tube à centrifuger. Chaque échantillon a réagi avec le sang pendant 15, 30, 60, 90, 120 et 150 s. De l'eau DI de 10 ml a ensuite été ajoutée pour arrêter la réaction et dissoudre l'hémoglobine des globules rouges libres. Un contrôle négatif comprenant 50 μL de sang total recalcifié dans un tube à centrifuger a donné une valeur de référence. La teneur en hémoglobine dans la solution a été mesurée par l'absorbance du surnageant à 540 nm à l'aide d'un lecteur de microplaques (Synergy HTX, Agilent). Six répétitions ont été réalisées pour chaque condition. L'indice de coagulation sanguine (BCI) a été calculé à l'aide de l'équation :

où \({I}_{s}\) est l'absorbance de l'échantillon, \({I}_{r}\) est l'absorbance de la valeur de référence (témoin négatif) et \({I}_{0}\) est l'absorbance de l'eau DI.

La cytotoxicité de la matrice LIMB a été évaluée à l'aide de fibroblastes de cordes vocales humaines immortalisées, conformément à l'Organisation internationale de normalisation (ISO) 10993-5 : Tests de cytotoxicité in vitro. Pour chaque 200 mg de matrice LIMB, 1 mL de milieu d'Eagle modifié de Dulbecco (DMEM) a été ajouté pour l'extraction. Pendant ce temps, 20 000 cellules par puits ont été ensemencées dans une plaque de 96 puits. Les extraits, après une période d'incubation de 24 heures, ont été recueillis et complétés avec 1 % d'acides aminés non essentiels, 1 % de pénicilline-streptomycine et 10 % de sérum bovin fœtal. Le milieu de culture dans la plaque à 96 puits a ensuite été remplacé par les extraits de matrice LIMB complétés. Le DMEM vierge complet a été utilisé comme contrôle. Les cellules ont ensuite été cultivées pendant 24 h à l'intérieur d'un incubateur, dans un environnement à 37 ° C, 95 % d'humidité relative et 5 % de CO2. La viabilité cellulaire a été évaluée à l'aide d'un kit de viabilité Live/Dead (Invitrogen, L3224), en suivant le protocole du fabricant. La microscopie confocale à balayage laser (Zeiss, LSM710) a été utilisée pour l'investigation. Les cellules vivantes ont été visualisées en vert et les cellules mortes en rouge.

Tous les échantillons LIMB ont été préparés de la même taille et pesés au jour 0. Après cela, une solution enzymatique composée de 50 µg/mL de collagénase (MP Biomedicals, 1951091), 50 µg/mL de lysozyme (MP Biomedicals, 100831) et 0,01 % d'azoture de sodium (NaN3, Sigma, S2002) dans du PBS a été ajoutée aux gels. Les échantillons ont été incubés à 37 °C avec une stimulation mécanique douce à 75 tr/min pendant 35 jours. La solution enzymatique a été changée tous les deux jours. A des intervalles de temps prédéterminés, la solution enzymatique a été retirée. Les échantillons ont ensuite été lavés trois fois (5 minutes à chaque lavage) avec de l'eau déminéralisée. Les échantillons ont ensuite été lyophilisés et le poids sec de polymère restant a été mesuré. Le rapport restant du polymère a été calculé en divisant le poids sec du polymère restant par le poids sec initial des gels.

Les LIMB ont d'abord été préparés en forme de disque (5 mm de diamètre et 1,5 mm de hauteur), puis complètement immergés dans du PBS dans une boîte de Pétri scellée. Les échantillons ont été incubés à 37 ° C avec une stimulation mécanique douce à 75 tr/min pendant 7 jours. Le taux de gonflement a été calculé en divisant le diamètre mesuré par le diamètre des gels initiaux à l'état sec.

Les LIMB ont d'abord été préparés en infusant différentes quantités de liquide fonctionnel adhésif dans des xérogels et conservés à l'intérieur d'un sac scellé. Les LIMB ont ensuite été stockés à température ambiante ou transférés dans un réfrigérateur à 4 ° C ou un congélateur à -80 ° C, selon les conditions de stockage du test. Après une période de stockage prédéterminée, les LIMB ont été sortis du sac et testés pour leur adhérence. En cas de stockage à -80 ° C, les LIMB ont été laissés décongeler à température ambiante à l'intérieur du sac pendant 5 minutes avant utilisation. Aucune compression n'a été utilisée lors de la préparation des échantillons pour les tests de pelage.

Le Pseudomonas aeruginosa à Gram négatif (PAO1) et la bactérie à Gram positif Staphylococcus aureus (ATCC 25923) ont été utilisés comme souches bactériennes modèles dans cette étude. Des cultures bactériennes fraîches ont d'abord été préparées sur de la gélose nutritive à partir de stocks de glycérol à -80 ° C. Des suspensions bactériennes ont ensuite été préparées en transférant des colonies uniques de plaques de gélose au bouillon Luria-Bertani et en incubant le milieu à 37 ° C et 200 tr/min. Une fois que les bactéries ont atteint la phase de croissance exponentielle, elles ont été récoltées et centrifugées à 4000xg (Thermo Scientific, Heraeus Multifuge X3R). Après avoir jeté le surnageant, les cellules ont été mises en suspension dans du PBS. La densité optique des bactéries à 600 nm (DO600) a été fixée à 0,2 à l'aide d'un spectrophotomètre UV (Thermo Scientific, Biomate 3S). La propriété antimicrobienne a été évaluée en incubant les échantillons dans des suspensions bactériennes de 2 ml dans une plaque de microtitration à 12 puits pendant 30 min. La matrice vierge LIMB et la LIMB infusée avec une solution de BZK à 5 % dans l'eau ont été testées. Les échantillons ont ensuite été doucement rincés avec du PBS frais pour éliminer les cellules faiblement attachées. Les cellules qui sont restées attachées aux échantillons ont ensuite été testées pour leur viabilité en ajoutant des colorants BacLight (Molecular Probes) préparés selon le protocole du fabricant. Le kit BacLight contient du SYTO 9, qui produit une couleur verte fluorescente (excitation 483 nm/émission 503 nm) dans les cellules aux membranes intactes (cellules vivantes), et de l'iodure de propodeum, qui donne une couleur rouge fluorescente (excitation 535/émission 617 nm) aux cellules dont les membranes sont compromises (cellules mortes/mourantes). Après 15 min d'incubation en présence de colorants, les échantillons ont été observés au microscope confocal à balayage laser (Zeiss, LSM710) et au moins 12 images ont été acquises pour chaque substrat à divers endroits. Le pourcentage de viabilité des bactéries a été calculé en divisant le nombre de cellules vivantes par le nombre total de cellules.

Nous avons fabriqué une chambre d'éclatement selon la norme ASTM F2392 : méthode d'essai standard pour la résistance à l'éclatement des scellants chirurgicaux. Le tissu cardiaque de porc a été coupé en cercles (30 mm de diamètre, épaisseur d'environ 2 mm). Un trou de 3 mm de diamètre a ensuite été créé au centre de l'échantillon de tissu circulaire à l'aide d'un poinçon de biopsie. Les xérogels ont été préparés en forme de disque (15 mm de diamètre, 1,5 mm d'épaisseur). Pour les LIMB avec support, un film PET circulaire (100 µm d'épaisseur) a été collé sur un côté du xérogel à l'aide de super colle. Le liquide fonctionnel adhésif a d'abord été infusé dans du xérogel (hydraté à 25 %) pour former LIMB. Pour initier le scellement, le LIMB et les tissus défectueux ont été mis en contact pour couvrir complètement la zone défectueuse, sans appliquer de compression. Les échantillons ont été conservés à 4 °C pendant une nuit dans un environnement humidifié avant le test. Pendant le test, une seringue a été utilisée pour alimenter en eau la chambre d'éclatement et atteindre le défaut. Un manomètre a été relié au tube d'alimentation pour surveiller la pression hydraulique. La pression de pointe qui provoque une fuite d'eau ou qui éclate à travers le défaut a été utilisée comme pression d'éclatement.

Cette expérience a été approuvée par le comité de protection des animaux de l'Université McGill (protocole # 2019-8098) et réalisée conformément aux directives du Conseil canadien de protection des animaux. La taille de l'échantillon d'expérimentations animales est choisie sur la base de la littérature publiée sur des évaluations similaires8,22,33. Des rats femelles Sprague Dawley (250–300 g, Charles River Laboratories) ont été utilisés pour toutes les études in vivo sur les rats. Avant l'implantation, les NB et les LIMB (hydratés à 25 % avec le liquide fonctionnel adhésif) ont été préparés en forme de disque en utilisant des techniques aseptiques. La taille était de 5 mm de diamètre et de 2 mm d'épaisseur. Pour l'implantation dans l'espace sous-cutané dorsal, les rats ont été anesthésiés à l'aide d'isoflurane (4 % d'isoflurane dans l'oxygène) dans une chambre d'induction. L'anesthésie a été maintenue à 2 % d'isoflurane à l'aide d'un cône pendant l'intervention. Un volume de 1 ml de solution saline a été injecté par voie sous-cutanée. Les cheveux ont été enlevés et les rats ont été placés sur un coussin chauffant pendant la chirurgie. L'espace sous-cutané a été accessible par une incision cutanée de 1 cm par implant dans le dos du rat. Une dissection émoussée a été réalisée du point d'incision vers les omoplates du rat pour créer un espace sous-cutané pour l'implantation. Des NB et des LIMB ont été implantés dans les espaces sous-cutanés. Jusqu'à quatre implants ont été placés par rat. Les incisions cutanées ont été fermées avec des sutures. Aux jours 3, 7 et 28, les rats ont été euthanasiés par induction à 5 % d'isoflurane suivie d'une inhalation de CO2. Les régions sous-cutanées d'intérêt ont été excisées et fixées dans une solution de paraformaldéhyde à 4 % pendant 48 h pour analyse histologique.

Pour la biodégradation in vivo, des LIMB marqués au FITC ont été utilisés pour l'imagerie de la biodistribution. Lors de la récolte d'échantillons pour l'expérience de biocompatibilité, les principaux organes (foie, rein, poumon, cœur et rate) de rats ont été prélevés en même temps et imagés à l'aide d'un spectrofluorophotomètre IVIS pour montrer la voie de clairance.

Cette expérience a été approuvée par le comité de protection des animaux de l'Université McGill (protocole # 2019-8098) et réalisée conformément aux directives du Conseil canadien de protection des animaux. Pour le scellement hémostatique de la lésion hépatique volumétrique, les rats ont été anesthésiés à l'aide d'isoflurane (4 % d'isoflurane dans de l'oxygène) dans une chambre d'induction. L'anesthésie a été maintenue à 2 % d'isoflurane à l'aide d'un cône pendant l'intervention. Un volume de 1 ml de solution saline a été injecté par voie sous-cutanée. Les poils abdominaux ont été enlevés et les rats ont été placés sur un coussin chauffant pendant la durée de la chirurgie. Le foie a été exposé par laparotomie. Une lésion volumétrique de 4 mm de diamètre et de 3 mm de profondeur a été faite au foie à l'aide d'un poinçon de biopsie. Un SURGIFOAM (Ethicon) ou LIMB de forme cylindrique de 5 mm de diamètre et de 4 mm de profondeur a été immédiatement inséré dans la plaie. La quantité de sang perdu jusqu'à ce que l'hémostase soit atteinte et le temps jusqu'à l'hémostase ont été enregistrés pour chaque groupe. Une fois le scellement hémostatique confirmé, l'incision a été fermée à l'aide de sutures. Deux semaines après l'implantation, les rats ont été euthanasiés par induction à 5 % d'isoflurane suivie d'une inhalation de CO2. Les foies avec les implants ont été excisés et fixés dans une solution de paraformaldéhyde à 4 % pendant 48 h pour analyse histologique.

Cette expérience a été approuvée par le comité de protection des animaux de l'Université McGill (protocole # 2019-8098) et réalisée conformément aux directives du Conseil canadien de protection des animaux. Pour le scellement hémostatique de la lésion hépatique incisionnelle profonde, les rats ont été anesthésiés à l'aide d'isoflurane (4 % d'isoflurane dans de l'oxygène) dans une chambre d'induction. L'anesthésie a été maintenue à 2 % d'isoflurane à l'aide d'un cône pendant l'intervention. Un volume de 1 ml de solution saline a été injecté par voie sous-cutanée. Les poils abdominaux ont été enlevés et les rats ont été placés sur un coussin chauffant pendant la durée de la chirurgie. Le foie a été exposé par laparotomie. Une plaie lacérée de 7 mm de longueur et 3 mm de profondeur a été pratiquée sur le foie à l'aide d'un scalpel n° 11. Immédiatement après avoir essuyé le sang à l'aide de gaze, un agent hémostatique LIMB, NB ou commercial pré-pesé a été appliqué sur le site de la lésion. L'hémostat a été maintenu en place à la main dans certaines conditions sans appliquer de compression sur la plaie. La quantité de sang perdu jusqu'à ce que l'hémostase soit atteinte et le temps jusqu'à l'hémostase ont été enregistrés pour chaque groupe. Le temps de saignement de LIMB n'a été vérifié qu'après 2 minutes et pas avant. Après la chirurgie, les rats ont été euthanasiés par induction à 5% d'isoflurane suivie d'une inhalation de CO2.

Cette expérience a été approuvée par le comité de protection des animaux de l'Université de la Colombie-Britannique (protocole #A18-0348) et réalisée conformément aux directives du Conseil canadien de protection des animaux. Toutes les procédures ont été réalisées avec les animaux sous anesthésie générale. Des cochons femelles (âgés de 3 mois, 40 à 50 kg) ont été induits avec de l'isoflurane à 4 %, intubés par voie endotrachéale et ventilés mécaniquement à 10 à 12 respirations/min. L'anesthésie a été maintenue avec 1–3 % d'isoflurane en association avec du propofol (2–7 mg/kg/h) et du midazolam (0,4–0,7 mg/kg/h). De longs cathéters IV centraux ont été placés dans les deux oreilles pour l'administration de médicaments et de fluides. Un cathéter intra-artériel a été placé dans les deux artères de la pédale de la jambe arrière pour une mesure invasive de la pression artérielle, et ces cathéters ont été scotchés et bandés en place pour permettre la collecte de sang tout au long de la période de récupération. La température a été maintenue entre 38,5 et 39,5 °C avec un coussin chauffant et a été contrôlée à l'aide d'une sonde de température rectale. L'hydratation a été maintenue avec du dextrose à 1,25 % dans une solution d'isolyte administrée par voie intraveineuse à raison de 3 à 5 ml/kg/h.

L'animal étant en décubitus dorsal, une laparotomie a été pratiquée. Des lacérations hépatiques de 1,5 cm de long et 1 cm de profondeur ont été créées à l'aide d'un scalpel. De la gaze ordinaire ou LIMB a été appliqué doucement sur le site de la blessure sans compression manuelle supplémentaire. La perte de sang a été quantifiée en plaçant de la gaze pré-pesée dans la cavité abdominale et en mesurant le changement de masse de la gaze. Le temps jusqu'à l'hémostase a été mesuré. La période de surveillance a duré 10 min, après quoi une compression manuelle a été utilisée pour arrêter définitivement le saignement afin que des blessures supplémentaires puissent être infligées au porc. Nous avons essayé de maximiser le nombre de blessures sur chaque porc jusqu'à trois, ou jusqu'à ce que la mesure de la pression artérielle invasive des artères pédieuses de la patte arrière tombe en dessous de la plage normale, selon la première éventualité.

Des échantillons de tissus fixés ont été placés dans de l'éthanol à 70 % et soumis pour traitement histologique et coloration H&E au centre d'histologie de l'Université McGill. Z.-HG est le pathologiste en chef de l'Université de la Colombie-Britannique a examiné toutes les coupes histologiques. Des images représentatives de chaque groupe ont été montrées dans les figures correspondantes.

Une taille d'échantillon de N ≥ 3 a été utilisée pour toutes les expériences. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± écart type. L'analyse statistique a été réalisée à l'aide d'une ANOVA unidirectionnelle et de tests de Tukey post hoc pour des comparaisons multiples ou de tests t de Student pour la comparaison entre deux groupes (Prism 9). Les valeurs P < 0,05 ont été considérées comme statistiquement significatives.

De plus amples informations sur la conception de la recherche sont disponibles dans le résumé des rapports de recherche sur la nature lié à cet article.

Toutes les données à l'appui des conclusions de cette étude sont disponibles dans l'article et ses informations supplémentaires. Les ensembles de données brutes supplémentaires générés au cours de l'étude sont trop volumineux pour être partagés publiquement, mais ils sont disponibles auprès des auteurs correspondants sur demande raisonnable.

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Ce travail a été soutenu par le Fonds Nouvelles frontières en recherche - Exploration (subvention NFRFE-2018-00751, JL et CK), les Instituts de recherche en santé du Canada (subvention PJT-180232, JL), le Conseil de recherches en sciences naturelles et en génie du Canada (subvention RGPIN-2018-04146, JL) et le National Institute on Deafness and Other Communication Disorders (subventions R01-DC018577). , LM ; R01-DC005788, LM ; et R01-DC014461, LM). Le contenu relève de la seule responsabilité des auteurs et ne représente pas nécessairement les opinions officielles des National Institutes of Health. Les auteurs remercient Transplant Québec qui a fourni les aortes humaines après l'approbation du comité d'éthique de McGill. Les auteurs remercient également la Dre Susan Thibeault (Université du Wisconsin-Madison) pour avoir fourni les hVFF, la Dre Nathalie Tufenkji (Université McGill) pour la culture bactérienne, Lih Jiin Juang (Université de la Colombie-Britannique) pour son aide dans l'étude animale, Li Li (Université McGill) pour son aide en microscopie et l'Advanced BioImaging Facility (ABIF, Université McGill) pour avoir donné accès à leurs installations d'imagerie.

Département de génie mécanique, Université McGill, Montréal, QC, Canada

Guangyu Bao, Qiman Gao, Mitchell Strong, Shuaibing Jiang, Zhen Yang, Zhenwei Ma, Marco Amabili, Luc Mongeau et Jianyu Li

Faculté de médecine dentaire, Université McGill, Montréal, QC, Canada

Qiman Gao

Laboratoires Michael Smith, Université de la Colombie-Britannique, Vancouver, Colombie-Britannique, Canada

Massimo Cau, Nabil Ali-Mohammed & Christian Kastrup

Département de génie chimique, Université McGill, Montréal, QC, Canada

Amin Valiei

Département de pathologie et de médecine de laboratoire, Université de la Colombie-Britannique, Vancouver, Colombie-Britannique, Canada

Zu Hua Gao

Institut de recherche sur le sang, Versiti, Milwaukee, WI, États-Unis

Christian Kastrup

Département de chirurgie, Division de chirurgie de traumatologie et de soins aigus, Medical College of Wisconsin, Milwaukee, WI, États-Unis

Christian Kastrup

Département de biochimie, Medical College of Wisconsin, Milwaukee, WI, États-Unis

Christian Kastrup

Département de génie biomédical, Medical College of Wisconsin, Milwaukee, WI, États-Unis

Christian Kastrup

Département de pharmacologie et de toxicologie, Medical College of Wisconsin, Milwaukee, WI, États-Unis

Christian Kastrup

Département de génie biomédical, Université McGill, Montréal, QC, Canada

Jianyu Li

Département de chirurgie, Université McGill, Montréal, QC, Canada

Jianyu Li

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JL et GB ont conçu l'idée et conçu l'étude. GB, MS, SJ et AV ont réalisé les expériences in vitro. QG, GB, MC et NA ont réalisé les études in vivo. ZM, MA et CK ont aidé avec des ressources et des expériences. GB, ZY, SJ, ZH.G., LM, CK et JL ont analysé et interprété les résultats. GB et JL ont rédigé le manuscrit avec les contributions de tous les auteurs.

Correspondance avec Christian Kastrup ou Jianyu Li.

L'Université McGill a déposé une demande de protection par brevet sur les matériaux et la méthode décrits ici, et GB, JL, LM, QG et MS sont nommés en tant qu'inventeurs sur le brevet. CK, MC et NA sont impliqués dans des activités de commercialisation liées aux produits hémostatiques par le biais de CoMotion Drug Delivery Systems, Inc. Les autres auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Nature Communications remercie Xuehong Ren et les examinateurs anonymes pour leur contribution à l'examen par les pairs de ce travail.

Note de l'éditeur Springer Nature reste neutre en ce qui concerne les revendications juridictionnelles dans les cartes publiées et les affiliations institutionnelles.

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Bao, G., Gao, Q., Cau, M. et al. Les bioadhésifs microstructurés infusés de liquide arrêtent les hémorragies non compressibles. Nat Commun 13, 5035 (2022). https://doi.org/10.1038/s41467-022-32803-1

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Reçu : 07 janvier 2022

Accepté : 17 août 2022

Publié: 26 août 2022

DOI : https://doi.org/10.1038/s41467-022-32803-1

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